Исследование влияния внешних факторов на рекомбинантную активность клубеньковых бактерий

Обложка

Цитировать

Полный текст

Открытый доступ Открытый доступ
Доступ закрыт Доступ предоставлен
Доступ закрыт Только для подписчиков

Аннотация

Бобово-ризобиальный симбиоз является уникальным природным явлением, благодаря которому растение получает необходимый ему минеральный азот за счет фиксации его из атмосферы. В этом взаимодействии участвуют два партнера: бобовое растение и клубеньковые бактерии (ризобии). В дикой природе представители семейства Fabaceae вступают в симбиоз с полиморфной группой специфичных к ним ризобий, механизм и причины формирования гетерогенности которых на сегодняшний день являются предметами активного исследования. В своей работе на примере штамма бактерии Rhizobium leguminosarum, строго специфичного к фасоли обыкновенной, мы продемонстрировали, что в течение 30 сут при привнесении его в почву в клетках возникают генетические перестройки, проявляющиеся в изменении картины генетического профиля. Кроме того, обнаружено, что на рекомбинационную активность клеток оказывают влияние и корневые экссудаты, полученные при прорастании семян, что может свидетельствовать об участии растения в формировании полиморфизма своих микросимбионтов. Данный факт позволяет взглянуть на этот процесс не как на спонтанное, а как на контролируемое со стороны растения событие.

Полный текст

Доступ закрыт

Об авторах

Ан. Х. Баймиев

Уфимский федеральный исследовательский центр РАН

Автор, ответственный за переписку.
Email: baymiev@anrb.ru

Институт биохимии и генетики

Россия, Уфа

И. С. Коряков

Уфимский федеральный исследовательский центр РАН

Email: baymiev@anrb.ru

Институт биохимии и генетики

Россия, Уфа

Е. С. Акимова

Уфимский федеральный исследовательский центр РАН

Email: baymiev@anrb.ru

Институт биохимии и генетики

Россия, Уфа

А. А. Владимирова

Уфимский федеральный исследовательский центр РАН

Email: baymiev@anrb.ru

Институт биохимии и генетики

Россия, Уфа

Ал. Х. Баймиев

Уфимский федеральный исследовательский центр РАН

Email: baymiev@anrb.ru

Институт биохимии и генетики

Россия, Уфа

Список литературы

  1. Баймиев А. Х., Акимова Е. С., Коряков И. С., Владимирова А. А., Баймиев А. Х. Зависимость состава клубеньковых бактерий лядвенца рогатого (Lotus corniculatus) от стадии вегетации растения-хозяина // Микробиология. 2022. Т. 91. С. 586‒596.
  2. Baymiev An. Kh., Akimova E. S., Koryakov I. S., Vladimirova A. A., Baymiev Al. Kh. The composition of Lotus corniculatus root nodule bacteria depending on the host plant vegetation stage // Microbiology (Moscow). 2022. V. 91. P. 553‒562.
  3. Баймиев Ан.Х., Птицын К. Г., Баймиев Ал. Х. Влияние интродукции караганы древовидной на состав ее клубеньковых бактерий // Микробиология. 2010. Т. 79. С. 123–128.
  4. Baymiev An.K., Ptitsyn K. G., Baimiev Al. K. Influence of the introduction of Caragana arborescenson the composition of its root nodule bacteria // Microbiology (Moscow). 2010. V. 79. P. 115‒120.
  5. Проворов Н. А., Воробьев Н. И. Эволюционная генетика клубеньковых бактерий: молекулярные и популяционные аспекты // Генетика. 2000. Т. 36. С. 1573–1587.
  6. Provorov N. A., Vorob’ev N. I. Evolutionary genetics of nodule bacteria: molecular and population aspects // Russ. J. Genet. 2000. V. 36. P. 1323‒1335.
  7. Проворов Н. А., Воробьев Н. И. Генетические основы эволюции растительно-микробного симбиоза. СПб.: Информ-Навигатор, 2012. 400 с.
  8. Andam C. P., Mondo S. J., Parker M. A. Monophyly of nodA and nifH genes across Texan and Costa Rican populations of Cupriavidus nodule symbionts // Appl. Environ. Microbiol. 2007. V. 73. P. 4684‒4690.
  9. Barcellos F. G., Menna P., Batista J. S., Hungria M. Evidence of horizontal transfer of symbiotic genes from a Bradyrhizobium japonicum inoculant strain to indigenous diazotrophs Sinorhizobium (Ensifer) fredii and Bradyrhizobium elkanii in a Brazilian Savannah Soil // Appl. Environ. Microbiol. 2007. V. 73. P. 2635‒2643.
  10. Fischer H. M. Genetic regulation of nitrogen fixation in rhizobia // Microbiol. Rev. 1994. V. 58. P. 352–386.
  11. Jordan D. C. Genus I. Rhizobium Frank // Bergey’s Manual of Systematic Bacteriology / Eds. Krieg N. R., Holt J. G. Baltimore: Williams and Wilkins, 1984. V. 1. Р. 235–242.
  12. Ling J., Wang H., Wu P., Li T., Tang Y., Naseer N., Zheng H., Masson-Boivin C., Zhong Z., Zhu J. Plant nodulation inducers enhance horizontal gene transfer of Azorhizobium caulinodans symbiosis island // Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 2016. V. 113. P.13875‒13880.
  13. Martinez E., Romero D., Palacios R. The Rhizobium genome // Crit. Rev Plant Sci. 1990. V. 9. P. 59‒93.
  14. Minamisawa K., NakatsukaY., Isawa T. Diversity and field site variation of indigenous populations of soybean bradyrhizobia in Japan by fingerprints with repeated sequences RSα and RSβ // FEMS Microbiol. Ecol. 1999. V. 29. P. 171‒178.
  15. Nandasena K. G., O’Hara G.W., Tiwari R. P., Howieson J. G. Rapid in situ evolution of nodulating strains for Biserrula pelecinus L. through lateral transfer of a symbiosis island from the original mesorhizobial inoculant // Appl. Environ. Microbiol. 2006. V. 72. P. 7365–7367.
  16. Rogel M. A., Ormeño-Orrillo E., Romero E. M. Symbiovars in rhizobia reflect bacterial adaptation to legumes // Syst. Appl. Microbiol. 2011. V. 34. P. 96‒104.
  17. Romero D., Martinez-Salazar J., Girard L., Brom S., Dávilla G., Palacios R., Flores M., Rodríguez C. Discrete amplifiable regions (amplicons) in the symbiotic plasmid of Rhizobium etli CFN42 // J. Bacteriol. 1995. V. 177. P. 973‒980.
  18. Romero D., Palacios R. Gene amplification and genomic plasticity in prokaryotes // Annu. Rev. Genet. 1997. V. 31. P. 91‒111.
  19. Williams J. G., Kubelik A. R., Livak K.J, Rafalski J. A., Tingey S. V. DNA polymorphisms amplified by arbitrary primers are useful as genetic markers // Nucl. Acids Res. 1990. V. 18. P. 6531‒6535.
  20. Zhao C. T., Wang E. T., Chen W. F., Chen W. X. Diverse genomic species and evidences of symbioticgene lateral transfer detectedamong the rhizobia associated with Astragalus species grown in the temperate regions of China // FEMS Microbiol. Lett. 2008. V. 286. P. 263‒273.

Дополнительные файлы

Доп. файлы
Действие
1. JATS XML
Скачать
2. Рис. 1. Фореграмма RAPD-профилей изолятов ризобий, полученных из клубеньков фасоли обыкновенной, с использованием праймера AFK-1: А ‒ профили изолятов, выделенных из клубеньков растения, выращенного на почве, инокулированной штаммами R. leguminosarum Pvu2 и St4 после 30-дневной инкубации; Б ‒ профили изолятов, полученных из клубеньков растения, выращенного на стерильном песке сразу после инокуляции штаммами R. leguminosarum Pvu2 и St4; В – профиль штамма Pvu2; Г – профиль штамма St4; М – 100 п.н. маркер.

Скачать (119KB)
Метаданные
3. Рис. 2. Фореграмма RAPD-профилей изолятов ризобий, полученных из клубеньков фасоли обыкновенной, инокулированной бактериями после 30-дневной инкубации с корневыми выделениями проростков с использованием праймера AFK-1. А – профиль исходного штамма Pvu2.

Скачать (115KB)
Метаданные
4. Рис. 3. Фореграмма RAPD-профилей изолятов ризобий, выделенных из клубеньков фасоли обыкновенной с использованием праймера AFK-1. А ‒ профили изолятов, полученных из клубеньков растения, выращенного на почве, инокулированной штаммом R. leguminosarum Pvu2 после 30-дневной инкубации; Б ‒ профили изолятов, полученных из клубеньков растения, выращенного в корневой системе гороха посевного на почве, инокулированной штаммом R. leguminosarum Pvu2; В – профиль штамма Pvu2; Г – профиль штамма St4; М – 100 п.н. маркер.

Скачать (90KB)
Метаданные

© Российская академия наук, 2024